摘 要： 采用大孔吸附树脂对黑果枸杞中的原花青素粗提液进行纯化。 以吸附能力和解吸附能力为指标， 考察了AB-8， DM130， D101， HPD100， D101-1和聚酰胺6种树脂对原花青素的

纯化效果； 以解吸能力为指标， 考察洗脱剂体积分数、 洗脱流速对洗脱效果的影响。 结果表明， 以D101树脂可用于黑果枸杞中原花青素的纯化， 静态吸附以后， 使用95%的乙醇， 在

2.5 BV/h的洗脱速度下， 用4.0 BV进行洗脱， 原花青素纯度由31.33%提高至68.03%； 通过乙酸乙酯萃取可制得低聚原花青素样品， 其平均聚合度由8.98降低至3.17， 用HPLC方法可检

测到低聚物中含有儿茶素、 表儿茶素、 原花青素B 2 等重要的原花青素单体和低聚物， 根据峰面积计算三种物质的总含量达18.73%。

关键词： 黑果枸杞， 原花青素， 大孔树脂， 纯化

中图分类号： TS255. 1 文献标识码： B

黑果枸杞（Lycium ruthenicum Murr.） 是茄科（Solanaceae） 枸杞属（Lycium） 多年生植物， 天然生长于我国西北荒漠区， 有极强的抗旱、 抗寒、 耐盐碱特性 [1] 。 黑果枸杞的果实中

含有的原花青素高达 1.426%～9.024%， 远高于黑果枸杞中的花青素含量 0.069～0.840% [2] ，

                                                            

作者简介： 赵文娟（1982-）， 女， 在读博士研究生， 高级工程师， 研究方向为发酵工程。 E-mail:15550033656@163. com。

*通讯作者： 杨洪江（1966-）， 男， 博士， 教授， 研究方向为微生物学。 E-mail: hongjiangyang@

tust. edu. cn。

基金项目： 山东省优秀中青年科学家科研奖励基金（2014BSB01118）。

网络出版时间： 2017-08-01 15:58:16

网络出版地址： http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1759.TS.20170801.1558.004.html

此 外 其 果 实 中 还 含 有 多 糖 、 维 生 素 等 成 分 ， 素 有 “ 软 黄 金 ” 之 称

[3]

。 原 花 青 素

（Proanthocyanidins） 是一种由黄烷-3-醇单体缩合而成的聚多酚类物质， 由不同数量的儿茶素或表儿茶素缩合而成。最简单的原花青素是儿茶素或表儿茶素自身缩合或二者相互缩合而

成的二聚体， 此外还可以形成三聚体、 四聚体等直至十聚体 [4] 。 黄朝晖曾使用 AB-8 大孔吸附树脂纯化高粱中的原花青素， 目前对黑果枸杞中原花青素的研究多集中在得率的提高、 体

内和体外外抗氧化性鉴定方面， 对黑果枸杞中的原花青素进行纯化的技术研究较少， 文献显示， 赵晓辉和邵赟 [5-6] 等人曾以黑果枸杞鲜果或果汁、 浓缩汁为原料制备和分离黑果枸杞中

的原花青素， 其分离采用的是大孔树脂和膜滤相结合的技术， 本研究以黑果枸杞干果为原料对原花青素进行分离纯化， 在未来黑果枸杞种植区域广泛化的趋势下 [7-8] ， 便于黑果枸杞异

地化和批量化下游处理。

大孔吸附树脂是一类以丙酸酯和苯乙烯为单体， 外加制孔剂与交联剂形成的具有多孔骨架结构的有机高分子聚合物 [9] ， 具有选择性好、 吸附容量大、 解吸条件温和、 再生简便、 成

本低、 使用寿命长等优点， 被广泛应用于天然生物活性物质的分离纯化 [10] ， 尤其在多糖、多酚、 天然色素等物质的分离纯化领域具有成熟的研究和应用基础 [11] ， 李绮丽 [12] ， 张慧文 [13] ，

刘景玲 [14] 等人均采用大孔树脂吸附原理对莲子皮、 花生红衣、 大血藤中的原花青素进行纯化， 取得了理想的效果。 不同类型的树脂具有不同的极性、 孔径、 比表面积， 对原花青素的

吸附和解吸附能力各不相同， 且被吸附材料包含化合物的复杂性对树脂吸附率也有很大影响。 本研究在前期提高原花青素得率的研究基础上， 利用大孔树脂吸附原理， 通过考察吸附

量、 解吸量、 洗脱效果等指标， 对原花青素粗提物进行纯化除杂， 并测定各步骤所得样品的平均聚合度， 为进一步对不同聚合度的原花青素的分级纯化打下了基础。 原花青素的活性受

聚合度影响较大， 一般而言聚合度越低， 抗氧化活性越高。 为了获得纯度更高的低聚体原花青素， 使用乙酸乙酯对大孔树脂吸附所得样品进行萃取， 便于今后研究过程中对低聚体原花

青素的含量和抗氧化性进行检测和评价 [12] 。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

黑果枸杞 购于新疆乌鲁木齐市场， 自然晾干后， 避光存储于 4-10℃下的密封、 干燥环境中、； 儿茶素标准品（CAS： 154-23-4）（纯度﹥ 99%）、 原花青素 B 2 标准品（CAS：

29106-49-8）（纯度﹥ 99%）、 购自上海哈灵生物科技有限公司； 表儿茶素标准品（CAS：490-46-0）（纯度﹥ 99%）、 购自天津尖峰天然产物研究开发有限公司； 无水乙醇， 甲醇、

香草醛、 葡萄糖、 苯酚均为分析纯， 购自国药集团化学试剂有限公司； 浓盐酸、 浓硫酸为分析纯， 购自莱阳经济技术开发区精细化工厂； 大孔树脂 购自天津浩聚树脂科技有限公司；

聚酰胺树脂 购自浙江台州市四甲生化塑化厂。

T6 新世纪紫外可见分光光度计 北京普析通用仪器有限公司； 高速粉碎机 天津泰斯特仪器有限公司； RE-52AA 旋转蒸发器 上海亚荣生化仪器厂； SHB-Ⅲ循环水式多用真空

泵 郑州长城科工贸有限公司； LC-10A 型高效液相色谱仪（HPLC）、 InertSustain 系列 C18色谱柱 C/N 5020-07346 岛津企业管理（中国） 有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 制备原花青素粗提物 取黑果枸杞， 用高速粉碎机将其粉碎至 40 目用于原花青素提取实验。 以 1∶ 25 (g： mL)的料液比加入体积分数为 56%的乙醇， 混匀， 在 46 ℃恒温水浴中

提取 48 min， 重复提取 3 次并合并滤液 [15] ， 将滤液进行减压浓缩后加入 4 倍体积的乙醇冷藏 12 h， 取上清液减压浓缩至固形物含量达 60-65%并冷冻干燥， 得到原花青素粗提物

（LRPE） 储存备用。

1.2.2 原花青素和多糖含量的检测 使用浓盐酸-香草醛法进行标准曲线的绘制和原花青素定量分析。 精密称取儿茶素标准品， 用甲醇溶解， 并配制成 50、 100、 150、 200、 250、 300、

350、 400 μg/mL 的标准溶液。 分别吸取上述浓度梯度的样品 1 mL， 并依次添加 4%的香草醛-甲醇溶液 3 mL、 浓盐酸 1.5 mL， 将此反应体系置于 40 ℃水浴锅内避光反应 30 min， 并

以 1 mL 甲醇替代儿茶素溶液作为空白， 于 500 nm 波长下测定吸光度， 以儿茶素浓度为横坐标， 相应的吸光度为纵坐标绘制标准曲线 [16] 。 将 LRPE 配制成原花青素含量为 2.0 mg/mL

的甲醇溶液， 并代替标准溶液进行原花青素含量检测。 采用苯酚硫酸法检测样品中的多糖含量 [17] 。

1.2.3 原花青素纯度的测定 称取制备好的的样品 0.1 g， 用甲醇溶解并定容至 10 mL（相当于稀释 100 倍）， 采用香草醛-浓盐酸法测定溶液中所含的原花青素的浓度 C， 按照下式计算

LRPE 中原花青素的纯度 [18] 。

1.2.4 原花青素平均聚合度的测定 如前所述， 使用香草醛-浓盐酸法仅能测得溶液中原花青素的含量， 无法获知其聚合度。 有文献显示 [19] ， 将香草醛-浓盐酸法中的甲醇以乙酸代替，

配制香草醛-乙酸溶液， 香草醛只与末端的黄烷 3-醇发生缩合反应。 根据从而可以测定溶液中原花青素的物质的量， 两者相结合即可求出原花青素平均分子质量， 进而求得原花青素的

平均聚合度。 魏冠红 [20] 等人利用此原理对检测方法进行优化， 确认反应体系为 1 mL 待测样品-乙酸溶液+5 mL 香草醛/盐酸/乙酸溶液（0.5 g/4 mL/100 mL）， 将该体系置于 20±1 ℃下

反应 5 min 后与 500 nm 处测定吸光度。 以儿茶素标准品为单体， 以儿茶素物质的量为横坐标， 吸光度为纵坐标绘制标准曲线。 将样品代替儿茶素测定该反应条件下的吸光度， 即可测

得样品中原花青素的物质的量浓度 M， 进而计算得出平均聚合度 DP， 计算公式如下：式中： 290.27 表示单体儿茶素和表儿茶素的分子量。

1.2.5 树脂预处理 向树脂中加入高于树脂层 5~10 cm 的 95%乙醇， 浸泡 3-4 h， 然后放净浸泡液， 为一次洗涤过程； 反复洗涤至洗涤液加 3 倍水不浑浊为止， 最后用纯净水充分淋洗至

无乙醇气味， 备用。

1.2.6 筛选大孔树脂 本实验选择 3 种非极性树脂、 2 种弱极性树脂和 1 种聚酰胺树脂， 利用静态吸附和解吸附实验考察它们对原花青素的吸附、 解吸附能力， 六种树脂的物理结构参

数特性如表 1 所示。

表 1 六种实验树脂的物理结构参数特性

Table 1 The physical structure parameters of six type macroporous resins

树脂型号 极性粒径范围（mm）比表面积（ m²/g ）平均孔径（nm）孔容（ml/g）孔隙率（%）

DM130 弱极性 0.30-1.25 500-550 9-10 0.75-0.95 60-65

D101 非极性 0.30-1.25 550-600 9-11 1.50-1.70 68-72

HPD100 非极性 0.30-1.25 ﹥ 650 8.5-9 1.35-1.65 60-65

AB-8 弱极性 0.30-1.25 ﹥ 480 13-14 0.73-0.77 42-46

D101-1 非极性 0.30-1.25 ﹥ 650 7-10 1.40-4.60 66-70

聚酰胺树脂 极性 0.15-0.25 ﹥ 650 450-1000 1.50-4.50 60-65

利用静态吸附与解吸附， 从 D130、 D101、 HPD100、 AB‐8、 D101‐1、 聚酰胺树树脂中筛选出最优树脂。 分别称取 5.00 g 预处理好的 5 种树脂， 置于 250 mL 磨口瓶中， 分别加入 100

mL 原花青素含量为 2.0 mg/mL 的 LRPE 溶液， 密封后置于恒温摇床中， 温度调节至 25 ℃，震荡速度调节至 60 r/min 进行静态吸附。 静态吸附 15 h， 每 1.5 h 测定被吸附溶液中残留的

原花青素含量直至不再降低， 计算树脂对原花青素的吸附量 [14] 。 同时检测并记录吸附前后溶液中的多糖含量， 并计算此过程中多糖的脱除量和脱除率。 将上述吸附饱和的树脂重新置于磨口瓶中， 加入体积分数为 70%的乙醇 50 mL， 以 60r/min 的速度充分震荡使原花青素解吸附， 解吸附 6 h 后， 测定解吸溶液中的原花青素和多糖浓度， 并计算原花青素的解吸量、 解吸率。 

1.2.7 洗脱液体积分数的确定 以乙醇水溶液为洗脱液， 采用动态洗脱法确定适宜的洗脱液浓度。 用去离子水配制原花青素含量为 2.0 mg/mL 的 LRPE 溶液 500 mL， 称取 D101 树脂

25 g 浸泡于 LRPE 溶液中， 在 60 r/min 震荡速度、 25 ℃的条件下进行静态吸附 15 h， 使其充分吸附至饱和状态， 即获得吸附饱和的树脂。 称取吸附饱和的树脂 5.00 g 装柱， 此过程要

注意将柱体内的起泡排出并将柱体充分平衡， 然后用去离子水充分洗涤附着在树脂表面的杂质， 按照同样的方法制备 D101 树脂柱 4 份。 洗脱过程中保持 3 BV/h 的洗脱速度为， 并分

别使用体积分数为 25%、 50%、 75%、 95%的乙醇溶液进行洗脱， 每 0.4 BV 流出液收集一份，测定流出液中的原花青素浓度， 绘制洗脱曲线， 确定洗脱液浓度。

1.2.8 洗脱流速和洗脱剂用量的确定 以 95%的乙醇水溶液为洗脱剂， 采用动态洗脱法确定适宜的洗脱流速。 按照 1.2.5 中的方法制备吸附饱和的 D101 树脂柱 4 份， 并分别以 2.0BV/h、

2.5BV/h、 3.0BV/h、 3.5BV/h 的洗脱速度进行洗脱， 每 0.4BV 流出液收集一份， 绘制洗脱曲线， 根据洗脱曲线确定流速和用量。

1.2.9 原花青素和低聚原花青素的制备 分别取 5 g、 20 g、 50 g 吸附饱和的大孔树脂 D101，以 2.5 BV/h 的洗脱流速使用 95%的乙醇进行洗脱， 洗脱剂用量为 4 BV， 制备 3 份经大孔树

脂纯化的原花青素洗脱液样品， 将其减压浓缩并冷冻干燥， 即得经纯化的黑果枸杞原花青素冻干粉（LRP）。 将 LRP 样品使用去离子水制备成 2 mg/mL 含量的原花青素水溶液， 并向其

中加入 2 倍体积的乙酸乙酯试剂萃取其中的低聚原花青素， 在避光条件下置于 30 ℃条件下震荡萃取 2 h， 萃取结束收集乙酸乙酯相， 并减压浓缩、 冷冻干燥制备成黑果枸杞原花青素

低聚物样品（LROPC） 储存备用。

1.2.10 高效液相色谱检测 LROPC 样品中单体和二聚体是原花青素低聚体的重要组成部分， 本文使用高效液相色谱检测儿茶素、 表儿茶素、 原花青素 B 2 等几种重要成分。

HPLC 方法的条件为： 柱规格为 250×4.6 mm， 5 μm； 流动相 A 为 2%的冰乙酸， 流动相B 为 80%乙腈水溶液， 流动相过 0.45μm 的有机微孔滤膜； 总流速为 1 mL/min； 检测波长为

280 nm； 待测样品过 0.22 μm 的有机微孔滤膜， 进样体积为 10 μL， 流动相梯度洗脱程序见表 2 [21] 。

表 2 HPLC 检测黑果枸杞原花青素的梯度洗脱程序

Table 2 Programme of gradient elution of HPLC separation on LRPC

时间（min） 0 3 6 15 30 50 60 66 80 83 85 105

B比例（%） 0 0 4 10 15 23 25 30 50 80 0 Stop

1.3 数据处理

文中所有指标平行测定 3 次， 结果均以均值表示， 采用 Excel 2007 对数据进行统计， 并在图表中添加了标准差误差线。

2 结果与分析

2.1 原花青素和粗多糖含量、 原花青素物质的量的测定标准曲线

根据 1.2.2 的方法， 以儿茶素为标准品， 所得标准曲线回归方程为： Y=0.0033X+0.0302，相关系数 R²=0.9993， 该方程的原花青素检测范围在 0～400 μg/mL， 各样品均以此法测定原

花青素浓度。

采用苯酚硫酸法， 以葡萄糖为标准品， 所得粗多糖检测的标准曲线回归方程为：Y=0.0109X-0.0031， 相关系数 R²=0.9997， 该方程的多糖检测范围在 0～100 μg/L， 各样品均

以此法测定多糖含量。根据 1.2.4 的 方法， 以 儿茶素为 标准品 ， 所得物 质的 量的 曲 线 回 归 方程为 ：Y=5.9182X+0.0076。 相关系数 R²=0.9989， 该方程的物质的量浓度检测范围在 0.027～0.344mmol/L， 各样品均以此法测定物质的量浓度。

2.2 树脂筛选

本实验选取 3 种非极性、 2 种弱极性、 1 种聚酰胺树脂， 进行静态吸附、 动态解吸附能力研究， 各种树脂的吸附量、 解吸量和解吸率见图 1。图 1 不同树脂对 LRPE 的吸附量、 解吸量及解吸率的影响

Fig. 1 Effect of macroporous resins on adsorption/desorption capacity and desorption ratio ofLRPE

原花青素是一类具有黄烷三醇结构的聚多酚化合物， 不同聚合度的原花青素具有不等强度的极性， 聚合度越低， 极性越低。 从图 1 中看出， 弱极性大孔树脂 AB-8 的吸附量和解吸

量都最大， 分别达到 27.88 mg/g 和 26.16 mg/g， 但是其解吸率 93.82%不及 D101 树脂 95.27%高， 并且 D101 树脂的吸附量和解吸率也较高， 分别达到 25.71 mg/g 和 24.49 mg/g。 同时，

实验中还对被吸附的粗提物样品进行分析， 发现粗提物中最多的干扰性成分是多糖以及与原花青素具有相似特性的多酚类物质。 因此实验过程还同时考察了 D101、 HPD100 和 AB-8

这三种树脂在吸附过程中对多糖类物质的脱除量和脱除效果， 结果见图 2。从图 2 可知， D101对多糖的去除效果最佳， 可以去除粗提液中 93.60%的多糖， 由此可以进一步减小在后续纯

化过程中的除杂难度。 综合以上因素， 优选 D101 大孔树脂纯化黑果枸杞中的原花青素。 图 2 大孔树脂对多糖的脱除量及脱除率Fig. 2 Removal capacity and removal ratio of macroporous resins on polysaccharide

2.3 洗脱液体积分数的确定 乙醇、 丙酮等都是常见的用于大孔树脂纯化原花青素的洗脱剂， 但是实验中发现， 以丙酮为洗脱液， 在减压浓缩过程中丙酮会与样品形成络合物， 张慧

文 [13] 就曾从花生红衣中提取原花青素并制备儿茶素丙酮缩合物以提高儿茶素的细胞膜通透性。 但这会影响对样品组分的分析， 故最终选取乙醇为洗脱液， 其稳定性和安全性都被广泛认可， 并被实际应用在黄酮、 多酚、 原花青素等天然产物制备的纯化过程 [22] 。 不同体积分数的乙醇溶液洗脱曲线如图 3 所示。 在 25%-95%范围内， 随着乙醇体积分数的增大， 原花青素的解吸速度越来越快； 洗脱流速相同时， 在 75%-95%的乙醇体积分数范围内， 洗脱曲线趋于接近。 但是体积分数较高的乙醇溶液更便于洗脱样品的减压浓缩， 故本实验选择以95%的乙醇作为洗脱剂进行原花青素洗脱。

图 3  乙醇体积分数对原花青素动态解吸效果的影响

Fig. 3  Effect of alcohol concentration on desorption effect of proanthocyanidins

2.4 洗脱流速和洗脱剂用量的确定 按照 1.2.8 的方法进行洗脱实验并绘制洗脱曲线如图4。 从图可知， 经过洗脱剂浓度的优化后， 在 2.0-3.5 BV/h 之间的洗脱流速下， 洗脱曲线整体峰形对称性得以提高， 拖尾程度减轻。 洗脱速度在 2.5 BV/h 时， 峰形对称性最高； 当流速由 2.5 BV/h 时升至 3.5 BV/h 时， 拖尾程度加强， 这可能是由于流速过快， 与原花青素在树脂中的位移速度差异较大， 导致洗脱剂中分配的原花青素含量降低， 延长了洗脱时间， 加大了洗脱剂的用量。 当流速控制在 2.5 BV/h 时， 解吸率达到最高值 95.52%。 在 2.5 BV/h 的洗脱曲线上， 当洗脱剂用量达到 3.2-3.6 BV 时， 对应的洗脱液收集管中的原花青素含量达到58 ug/mL， 继续洗脱至洗脱液用量 4.0 BV 时， 对应收集管中的原花青素浓度达仅为 27ug/mL； 而其他洗脱流速下， 洗脱液体积达到 4.8 BV-6.0 BV 时， 其相应收集管中的原花青素浓度才降至 30 ug/mL 以下， 并且从原花青素浓度降至 100 ug/mL 以后， 曲线的拖尾现象较严重， 综合考虑选取洗脱流速 2.5 BV/h， 洗脱剂用量 4.0 BV。 

图 4 洗脱流速对原花青素动态解吸效果的影响

Fig. 4 Effect of alcohol concentration on desorption effect of proanthocyanidins

2.5 纯度和平均聚合度的测定 参照前述的方法， 分别制备 LRPE， LRP 和 LROPC 样品各 3份， 检测样品的纯度和平均聚合度验证纯化参数及纯化系统的稳定性， 结果见表 3。表 3 LRPE、 LRP 和 LROPC 的纯度检测结果

Table 3 Result of purity and DP of LRPE, LRP and LROPC

样品名称 纯度 纯度均值 平均聚合度 平均聚合度均值

LRPE30.14%31.33%9.719.63 32.78% 10.1731.06% 9.00

LRP

68.14%68.03%8.798.98 66.91% 9.1069.76% 9.06

LROPC

69.28%69.37%3.293.17 70.21% 3.1368.62% 3.08

从表 3 知， 样品 LRPE 依次经大孔树脂吸附制备 LRP、 经乙酸乙酯萃取制备 LROPC 后，纯度由 31.33%提高至 71.37%， 从纯度变化可知， 在原花青素制备过程中起到主要纯化作用

的是大孔树脂吸附过程， 在此过程中原花青素的聚合度无明显提升， 仅从 9.63 降低至 8.98，这与大孔树脂的孔径远远超过原花青素的分子粒径， 只能除去多糖等分子粒径大于孔径的物

质， 对原花青素的纯化基本无选择性； 而经乙酸乙酯萃取后， 纯度无明显变化， 但是却对样品中所含的低聚原花青素起到了明显的纯化作用， 降低了样品中原花青素的平均聚合度， 乙

酸乙酯李绮丽也曾以乙酸乙酯萃取制备莲子皮中的低聚原花青素进行纯化。乙酸乙酯是常用的用于分离低聚体原花青素的萃取溶剂 [23] 。 通过萃取可以得到儿茶素等单体和低聚体原花

青素； 而残留于萃取水层的主要是多聚原花青素； 由于乙酸乙酯是弱极性溶剂， 黄烷醇单体和低聚体原花青素等也是弱极性物质， 而水是带氢键的强极性溶剂， 故乙酸乙酯形成“溶剂

空位”所需的吸收能量比水的更小， 因此黄烷醇单体和低聚体原花青素更易溶于乙酸乙酯，从而达到将高聚体原花青素和低聚体原花青素分离萃取的目的。 萃取体系分为明显的两层，

上层为乙酸乙酯层， 呈现浅黄色， 主要用于萃取低聚体的原花青素； 下层为水相层由于混合了花青素等色素、 高聚原花青素等成分， 使水相层呈现浅紫色， 并在水相层下部沉积了少量

在两相中均不溶解的沉淀物 [12] 。 此外， 从表 3 中各组数据的一致性来看， 本文优化所得大孔树脂纯化和乙酸乙酯萃取技术体系稳定可靠， 可为黑果枸杞中原花青素的分级纯化制备提供依据。

2.6 LROPC 液相色谱检测 乙酸乙酯萃取结束后， 对乙酸乙酯相部分进行减压浓缩并使用高效液相色谱进行检测， 色谱图见图 5。 图 5 中（a） 图中的 1#峰和 2#峰物质分别是标准品

儿茶素和表儿茶素， 出峰时间分别为 23.7min 和 36.9 min； （b） 图的出峰物质则是标准品原花青素二聚体 B 2 ， 出峰时间为 29.3 min；（c） 图是使用同样方法检测 LROPC 的液相色谱峰

图， 对照（a） 和（b） 标准峰图， 分别在三个出峰时间 23.7min、 29.3 min 和 36.9 min 上有强峰显示， 表明样品中含有这三种成分， 并且其中儿茶素和表儿茶素的峰强度较高； 经三处

峰面积统计， 峰面积占总峰面积的 18.73%， 进一步确定了乙酸乙酯对原花青素低聚体具有较好的萃取效果。图 5 儿茶素， 表儿茶素， 原花青素 B 2 和 LROPC 的 HPLC 图谱Fig.5 HPLC chromatogram of catechin, epicatechin, proanthocyanidin B 2 and LROPC

3 结论

本研究采用大孔树脂吸附技术建立了黑果枸杞中原花青素粗提物的纯化方法， 确定使用D101 树脂进行静态震荡吸附 15 h， 将吸附饱和的树脂湿法装柱， 充分洗净表面杂质后， 在2.5BV/h 的洗脱流速下， 使用体积分数为 95%的乙醇 4.0 BV 进行动态解吸， 所得样品中的原花青素的纯度由 31.33%提高至 68.03%； 对洗脱所得样品利用乙酸乙酯萃取纯化， 得到原花青素低聚物， 平均聚合度从萃取前的 8.98 降低至 3.17； 通过液相色谱检测， 从原花青素低聚物中检测到了儿茶素， 表儿茶素和原花青素二聚体 B 2 的峰图， 并且三种物质的峰面积之和占总峰面积的 18.73%， 进一步证实了乙酸乙酯对原花青素低聚物的富集效果显著， 可为黑果枸杞中原花青素的分级纯化提供技术参考。 同时， 为鉴定液相图谱中其他强峰物质的名称， 可在此纯化和检测技术的基础上进一步对样品进行液质联用测定。